Analyse fonctionnelle haute résolution et structure communautaire des photogranules

The ISME Journal volume 17, pages 870–879 (2023)Citer cet article

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Les photogranules sont des agrégats sphériques formés d'écosystèmes phototrophes complexes avec un potentiel de traitement des eaux usées "sans aération". Les photogranules d'un réacteur discontinu de séquençage ont été étudiées par microscopie à fluorescence, séquençage des amplicons du gène ARNr 16S/18S, microcapteurs et incubations d'isotopes stables et radioactifs pour déterminer la composition des granules, la distribution des nutriments et les bilans de lumière, de carbone et d'azote. Les photogranules étaient biologiquement et chimiquement stratifiés, avec des cyanobactéries filamenteuses disposées en couches discrètes et formant un échafaudage auquel d'autres organismes étaient attachés. Des gradients d'oxygène, de nitrate et de lumière étaient également détectables. L'activité photosynthétique et la nitrification étaient toutes deux principalement limitées aux 500 µm externes, mais alors que la photosynthèse était relativement insensible aux concentrations d'oxygène et de nutriments (ammonium, phosphate, acétate) testées, la nitrification était très sensible. L'oxygène était cyclé en interne, l'oxygène produit par la photosynthèse étant rapidement consommé par la respiration aérobie et la nitrification. La production et la consommation d'oxygène étaient bien équilibrées. De même, l'azote a été cyclé par nitrification et dénitrification appariées, et le carbone a été échangé par photosynthèse et respiration. Nos résultats soulignent que les photogranules sont des écosystèmes complets et complexes avec de multiples cycles de nutriments liés et aideront les décisions d'ingénierie dans le traitement des eaux usées photogranulaires.

Les réacteurs de traitement des eaux usées sélectionnent en permanence des traits fonctionnels dans leurs communautés microbiennes. La manipulation des conditions de fonctionnement permet de sélectionner les caractéristiques souhaitées, y compris les processus de conversion pour purifier l'eau et l'auto-agrégation de la biomasse microbienne. L'auto-agrégation (c'est-à-dire la formation de biogranules, d'agrégats sphériques de micro-organismes) permet la stratification (zones oxiques et anoxiques) et facilite la récolte de la biomasse car les agrégats denses coulent rapidement une fois le mélange du réacteur arrêté. Généralement, les biogranules sont formés dans des réacteurs où le temps de séjour du liquide est plus court que le temps de doublement des microorganismes. Cela élimine les cellules en suspension et génère une pression sélective pour la rétention de la biomasse [1, 2]. Bien que la biomasse agrégée dans les biogranules soit soumise à des résistances de transfert de masse qui réduisent l'activité par cellule, une rétention efficace de la biomasse et l'augmentation de la biomasse qui en résulte assurent des taux de conversion volumétrique fortement élevés dans les réacteurs à biogranules.

Des biogranules phototrophes, appelés photogranules, ont été observés pour la première fois dans des cultures de tapis photosynthétiques de la mer du Nord [3]. Les granules étaient composées de cyanobactéries filamenteuses, de diatomées et de bactéries hétérotrophes. La géométrie sphérique est rare dans les communautés phototrophes, mais quelques exemples de photogranules dans la nature ont été rapportés. Par exemple, on trouve dans les glaciers des photogranules composés de cyanobactéries et de bactéries hétérotrophes appelées cryoconites [4, 5]. Les «baies» microbiennes vertes et roses se trouvent dans les marais salants, formées par une symbiose de cyanobactéries et de diatomées, et de communautés de bactéries soufrées pourpres oxydant le soufre et de bactéries réductrices de soufre, respectivement [6, 7].

Dans les biofilms phototrophes dans la nature, comme dans les photogranules, des gradients de concentration de diverses espèces chimiques dissoutes (par exemple, l'oxygène, les substrats) se forment en raison de la limitation diffusionnelle. De même, les gradients d'intensité lumineuse sont formés par l'absorption et la diffusion de la lumière [8]. Ces gradients croisés créent un environnement varié qui peut soutenir la croissance simultanée de divers micro-organismes remplissant différentes niches, telles que les photoautotrophes, les chimioautotrophes et les hétérotrophes, présentant des métabolismes aérobies et anaérobies [9]. Des interactions complexes entre ces groupes microbiens ont lieu, qui peuvent stabiliser le fonctionnement du consortium [10]. Par exemple, les hétérotrophes peuvent se développer sur des composés organiques extracellulaires excrétés par les phototrophes. Ce dernier, à son tour, peut fixer le CO2 inorganique produit lors de la croissance hétérotrophe. Les chimiotrophes aérobies, tels que les nitrifiants, peuvent bénéficier de niveaux d'oxygène améliorés par la photosynthèse tout en rivalisant simultanément avec les phototrophes pour le carbone inorganique et l'azote. Contrairement aux biofilms, les photogranules vivent en liberté, leur biomasse n'est donc pas limitée à la surface de leur contenant. De plus, le rapport surface sur volume d'une sphère est tel que pour de petites sphères, il existe une capacité d'échange biomasse-eau plus importante que dans un plan de même volume. Cette relation est valable tant que le rayon de la sphère est inférieur au tiers de l'épaisseur du plan.

Récemment, des photogranules ont été cultivés avec une pression de sélection pour éliminer et récupérer l'azote, le phosphore et le carbone des eaux usées [11, 12, 13, 14, 15, 16, 17]. Cela impliquait un échange régulier du milieu après décantation de la biomasse, donc avec une pression de sélection vers la formation de granulés à décantation rapide. Les granulés présentaient en effet d'excellentes propriétés de décantation, et leur production photosynthétique d'oxygène in situ alimentait des processus microbiens exigeants en oxygène tels que la nitrification et la respiration. Cela a lié les cycles de l'O2 et du CO2 dans le processus de traitement, progressant vers un traitement des eaux usées "sans aération". Les premières études ont étudié la structure physique et les fonctions métaboliques de photogranules uniques provenant des eaux usées, mais se sont limitées aux organismes phototrophes et aux profils d'oxygène [18,19,20]. Une approche de modélisation a prédit la distribution des micro-organismes et des substances polymères extracellulaires (EPS) dans les photogranules et le renouvellement en vrac des composés chimiques et des fonctions du réacteur en fonction de différents apports en nutriments, mais n'a pas encore été testée dans de vrais photogranules [21, 22].

Les photogranules subissent à la fois des conditions environnementales externes variables (c.-à-d. intensité lumineuse, concentrations de nutriments) pendant le fonctionnement du réacteur et des conditions internes, car des gradients de nutriments sont créés et éliminés en réponse à l'activité microbienne et aux variations externes. Par conséquent, une compréhension complète de l'écologie microbienne dans les photogranules nécessite une enquête détaillée dans des conditions diverses et variables in vivo. Ici, nous avons étudié la stratification physique et biologique et le fonctionnement de ces mêmes photogranules avec l'imagerie microscopique, la métataxonomie, les microcapteurs et les incubations avec des marqueurs radio et isotopes stables. Nos résultats donnent un aperçu de la distribution spatiale et temporelle de l'activité fonctionnelle (photosynthèse, nitrification et dénitrification) au sein des photogranules et de leur dépendance aux facteurs externes (lumière, nutriments). De plus, les résultats peuvent être utilisés pour soutenir les décisions d'ingénierie dans le traitement photogranulaire des eaux usées.

Les photogranules ont été obtenus à partir de bioréacteurs comme décrit précédemment [12] (Fig. S1). Les bioréacteurs étaient des colonnes à bulles de 38 cm de haut, 10 cm de diamètre et avec un fond conique de 10 cm de haut. Le volume de travail était de 1,6 L, à 28 cm du fond du cône. Le mélange a été réalisé par gazage avec de l'air enrichi à 5% v/v CO2 à un débit de 500 mL min-1. La température a été maintenue à 35 ° C à l'aide d'un bain-marie externe et le pH à 6, 8 ± 0, 1 par addition automatique de 1 M HCl ou 1 M NaOH. Les bioréacteurs ont fonctionné en mode batch de séquençage avec un temps de décantation de 5 min, un temps de rétention hydraulique (HRT) de 0,67 jours et un cycle de fonctionnement de 12 h. Des cycles jour/nuit de 12 h ont été superposés au cycle discontinu de séquençage de sorte que chaque cycle discontinu a été soumis à 6 h de lumière et 6 h d'obscurité. Des lampes LED à lumière blanche chaude (4000 K) (Avago ASMT-MY22-NMP00, Broadcom Inc., USA), positionnées sur un côté du bioréacteur, fournissaient une intensité lumineuse incidente de 500 µmol m-2 s-1 à la surface du bioréacteur pendant la phase lumineuse. Un temps de rétention des boues (SRT) de 7 jours a été atteint en éliminant automatiquement 114 ml de la liqueur mixte à la fin de chaque cycle discontinu via une pompe péristaltique. L'influent contenait 100 mgN L-1 (7,1 mmolN L-1) sous forme d'ammonium, 10 mgP L-1 (0,3 mmolP L-1) et 200 mgCOD L-1 (3,2 mmol L-1 d'acétate de sodium). Les bioréacteurs ont fonctionné pendant 299 jours. Les photogranules ont été échantillonnés pendant des périodes de fonctionnement stables aux jours 105, 186, 214, 270 et 299 de la phase mixte du bioréacteur et ont été soit directement analysés, soit fixés dans du paraformaldéhyde (PFA) dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à 5 % pour une analyse microscopique ultérieure. Les photogranules variaient de 0,4 à 5 mm de large avec un diamètre moyen de 2,6 mm. Des photogranules allant de 2 à 4 mm de large ont été utilisés pour l'analyse.

Un stéréomicroscope (Leica M205C, Allemagne) a été utilisé pour visualiser des photogranules entiers et sectionnés sous lumière blanche. Les images ont été obtenues avec Leica Application Suite (LAS version 4.13, Allemagne). La structure tridimensionnelle des granulés a été examinée par CLSM multicanal (Leica TCS SP5X, Allemagne). Le système avec un microscope droit et une source de lumière super continue a été contrôlé par le logiciel LAS-AF 2.4.1. Les piles de données d'image ont été enregistrées avec des lentilles à immersion dans l'eau 25 × NA 0,95 et 63 × NA 1,2. Les échantillons ont été montés dans une chambre de puits de couverture avec des entretoises. A cet effet, les photogranules ont été coupées en deux et colorées à l'intérieur de la chambre, qui a ensuite été remplie d'eau et fermée avec une lamelle. Pour identifier une lectine appropriée, un criblage avec toutes les lectines disponibles dans le commerce a été effectué. Les glycoconjugués ont été détectés par analyse de liaison à la lectine par fluorescence (FLBA), selon Staudt et al. et Zippel et Neu [22, 23]. Après avoir testé plusieurs lectines, la lectine BAN marquée avec Alexa-568 a été sélectionnée pour l'imagerie. BAN est une lectine dérivée de la banane (Musa paradisiaca), qui a une spécificité de liaison à un seul glucide pour le d-mannose et le d-glucose [24]. Le fluorochrome Syto9 a été utilisé comme contre-colorant pour visualiser les acides nucléiques. Les cyanobactéries et les algues eucaryotes ont été identifiées sur la base de leurs pigments [25, 26]. Les paramètres d'enregistrement séquentiel des piles de données d'image étaient les suivants : Excitation : 480, 635 nm et 565 nm, émission : 500–550 nm (Syto9), 585–650 nm (BAN-A568, phycobilines), 650–720 nm (Chl A). Les images ont été traitées avec le logiciel d'imagerie Fiji [27] et les piles de données d'images individuelles ont été assemblées à l'aide de Photoshop (version CS6).

Des échantillons d'ADN ont été prélevés pour évaluer la communauté microbienne. Plus précisément, 15 ml de photogranules récoltés ont été homogénéisés par un broyeur de tissus en verre / téflon, aliquotés dans cinq tubes de microcentrifugeuse de 2 ml, centrifugés à 14, 87 × 103 rcf pendant 10 min et le surnageant jeté. Les culots cellulaires ont été immédiatement congelés à -80 ° C jusqu'à leur traitement ultérieur. L'ADN de 200 mg de culot cellulaire humide a été extrait en triple en utilisant le kit d'isolement DNeasy PowerSoil Pro (Qiagen GmbH, Hilden, Allemagne) selon le protocole du fabricant. La quantité et la qualité de l'ADN ont été déterminées par spectrophotométrie avec un NanoDrop One (ThermoFisher Scientific, USA). Les échantillons d'ADN ont été soumis pour séquençage à Génome Québec (Université McGill, Montréal, CA). La région variable V3/V4 du gène de l'ARNr 16S a été amplifiée à l'aide de la paire d'amorces 341F (CCTACGGGNGCWGCAG) et 805R (GACTACHVGGGTATCTAATCC) [28]. La région variable V4 du gène de l'ARNr 18S a été amplifiée à l'aide de la paire d'amorces 616*F (TTAAARVGYTCGTAGTYG) et 1132R (CCGTCAATTHCTTYAART) [29]. Les deux ensembles d'amorces ont été modifiés pour ajouter des séquences de nucléotides en surplomb de l'adaptateur Illumina aux séquences spécifiques au gène. Le séquençage a été réalisé à l'aide d'un système MiSeq (Illumina, USA) avec des lectures de 300 pb (chimie v3). Les amorces ont été retirées des séquences brutes à l'aide de cutadapt (version 1.18) [30]. Les séquences obtenues ont ensuite été traitées avec le programme DADA2 [31]. L'alignement taxonomique des séquences a été effectué sur la base de données SILVA (version 138) à l'aide de SINA (https://www.arb-silva.de). L'ensemble de données 16S et 18S a été normalisé à l'aide de la fonction de mise à l'échelle des sommes cumulatives (CSS) du package R metagenomSeq version 1.24.1 [32]. L'analyse des données du microbiome a été réalisée avec le R-package phyloseq (version 1.26.1) [33]. Les données brutes sur la séquence des gènes des ARNr 16S et 18S sont disponibles dans la base de données EBI sous le numéro de projet PRJEB54633.

Des photogranules ont été épinglés avec des aiguilles de verre sur un filet de nylon ajusté sur une petite boîte de Pétri (Fig. S2). La boîte de Pétri a été immergée dans de l'eau du robinet (tableau S1) et modifiée avec de l'acétate, des stocks moyens et du nitrate comme indiqué. La concentration en oxygène a été déterminée à l'aide d'un microcapteur d'oxygène de type Clark [34] monté sur un micromanipulateur motorisé et calibré en deux points dans de l'eau saturée en oxygène et de l'ascorbate de sodium basique (ligne de base sans oxygène). Les concentrations de nitrate ont été déterminées à l'aide d'un capteur à membrane de nitrate LIX fabriqué en interne (Institut Max Planck de microbiologie marine, Brême, Allemagne), calibré dans une série de dilutions de nitrate [35]. Les profils lumineux ont été déterminés avec un microcapteur de lumière à irradiance scalaire avec une pointe sphérique de 80 µm (Zensor, Danemark) [36], connecté à un spectrophotomètre à fibre optique USB4000 (Ocean Optics, USA) [37]. Pour collecter les profils, des microcapteurs ont percé le granule, propulsés pas à pas par un micromanipulateur motorisé.

À l'aide des profils d'oxygène et de nitrate générés à partir des mesures du microcapteur, les taux nets de consommation/production de réactifs ont été calculés en séparant le granule en "coques", chaque coque ayant la largeur de la distance entre les mesures et en supposant une géométrie sphérique. Le flux entre un point sur la partie externe de la coque et un point sur la partie interne de la coque a été calculé, puis multiplié par la surface de la coque.

avec P comme taux de conversion par coquille d'agrégat (exprimé dans cet article en nmol/h), avec D comme coefficient de diffusion, dCr/dxr le gradient de concentration du réactif à l'emplacement r, et r la distance radiale de la surface de la coquille au centre de l'agrégat. Les taux de conversion totaux ont été obtenus en additionnant les activités dans toutes les coquilles, puisque les taux représentent les activités totales, et non les activités normalisées au volume. Pour produire le taux volumétrique, le taux de production de chaque coque a été divisé par le volume de cette coque. Le coefficient de diffusion utilisé pour l'oxygène était de 2000 µm2 s−1, (Bionumbers ID 104440) [38, 39] et le coefficient utilisé pour le nitrate était de 1700 µm2 s−1 (Bionumbers ID 104439) [38, 39].

Des taux de photosynthèse séparés ont été déterminés en plaçant le microcapteur à une profondeur définie, puis en couvrant la lumière pendant 5 à 10 s. Le taux de diminution de la concentration en oxygène est équivalent au taux de photosynthèse à cette profondeur.

Les photogranules ont été incubés sans espace de tête dans des flacons en verre de 5,9 ml à pH 6,5 dans de l'eau du robinet modifiée avec du bicarbonate de sodium 3 mM ou 10 mM et modifiée avec de l'ammonium 8 mM, du phosphate 3 mM et / ou de l'acétate 3 mM comme indiqué. Il y avait 3 à 4 photogranules par flacon, avec un flacon par condition, sauf pour l'incubation avec de l'ammonium et du phosphate, qui avait 2 flacons. De plus, des photogranules ont été fournis avec ~ 60 kBq de bicarbonate 14C. Les flacons ont été constamment mis en rotation et incubés pendant 6 h à température ambiante dans l'obscurité (expérience de nitrification) ou à la lumière (photosynthèse, ~ 250 µmol m-2 s-1). Les incubations ont été réalisées simultanément. Les incubations ont été arrêtées en retirant 600 µL de surnageant et en le remplaçant par une solution de paraformaldéhyde (PFA) à 20 %, atteignant une concentration finale de 2 % de PFA. Les photogranules utilisés pour le contrôle (blancs) ont d'abord été tués dans du PFA puis exposés au traceur pendant 6 h.

Les photogranules ont été lavés deux fois dans un tampon carbonate 10 mM pour éliminer le traceur carbonate n'ayant pas réagi et incorporés par immersion dans un composé à température de coupe optimale (OCT, Leica) pendant la nuit, puis congelés dans des gobelets en plastique de 1 ml à -20 ° C et coupés en tranches de 20 µm d'épaisseur dans un cryomicrotome. Les tranches ont été capturées sur des lames de polylysine, et la distribution de la radioactivité a été imagée dans un radio-imageur (BioSpaceLab, Paris), jusqu'à l'obtention de 106 comptages. Les blancs ont été comptés pendant 12 h, car 106 comptages n'ont pas pu être obtenus dans un délai raisonnable. Les images produites ont ensuite été analysées avec M3Vision (BioSpaceLab, Paris). L'absorption de CO2 de l'ensemble du granule a été obtenue, ensuite normalisée par mm2 puis divisée par l'épaisseur de la section d'agrégat pour obtenir des taux volumétriques (voir Fig. S6).

Les photogranules ont été incubés dans des flacons en verre étanches aux gaz de 6 ml dans de l'eau du robinet additionnée de bicarbonate de sodium 3 mM et de nitrate d'ammonium 15 N 1 mM ou de nitrate 1 mM 15 N et incubés sans espace de tête à température ambiante dans l'obscurité ou la lumière comme indiqué. Deux photogranules ont été placés dans chaque flacon, un petit et un grand. Quatre flacons distincts ont été préparés par condition, et les photogranules dans un flacon par groupe ont été tués à 4 points de temps distincts (~ 0, 2, 4,5 et 5,5 h d'incubation). Les photogranules ont été tués avec une solution de ZnCl 1:1 w/v. Le point temporel 0 a été utilisé comme blanc.

Après avoir tué le photogranule, un espace de tête d'hélium de 2 ml a été créé dans chaque flacon. Les flacons ont été secoués vigoureusement et laissés s'équilibrer pendant 5 jours. Par la suite, 150 µL d'espace de tête ont été injectés dans un IR-MS et analysés pour 15N-N2. Les injections ont été calibrées par rapport à une série d'injections d'air ambiant, permettant le calcul de la teneur en excès d'azote 15N. L'excès total de 15N a été calculé comme (excès de 29N2 + (2 × excès de 30N2)). Les taux de dénitrification ont été calculés en ajustant une équation linéaire à la production excédentaire de 15N [40].

Le NOx, la somme du nitrate et du nitrite, a été converti en NO avec du chlorure de vanadium acide et mesuré avec un analyseur CLD 60 Chemiluminescence NO/NOx [41]. La teneur en NOx a été calibrée par rapport à une série de dilutions de nitrate. Le taux de nitrification a ensuite été déterminé en ajustant une équation linéaire à la somme de l'excès de 15N à chaque instant et de la concentration de NOx.

Les photogranules étaient physiquement robustes et présentaient une stratification claire (Fig. 1). Les cyanobactéries filamenteuses (phycobiline et Chl A autofluorescentes) à motilité glissante ont formé un réseau complexe qui a fonctionné comme un échafaudage pour d'autres micro-organismes. Une coquille dense d'organismes phototrophes et non phototrophes (colorée par SYTO9) formait les 300 à 500 µm extérieurs du granule. Au-dessous de cette coquille se trouvait une zone de cyanobactéries filamenteuses alignées radialement suivie d'un centre dense et confus. Des algues eucaryotes coccoïdes (autofluorescence Chl-a) étaient présentes en microcolonies dans tout le photogranule (Fig. S4). Les glycoconjugués (visualisés par coloration à la lectine) entouraient les cyanobactéries filamenteuses dans tout le photogranule (Fig. S4D). Les glycoconjugués indiquent l'excrétion de substances polymères extracellulaires (EPS) par des organismes phototrophes et non phototrophes et peuvent contribuer à la structure physique du photogranule, servant de "colle". La lectine BAN utilisée dans cette étude visualise des glycoconjugués avec des blocs de construction monosaccharidiques de d-glucose et de d-mannose.

Une image CLSM d'une coupe transversale de photogranule montrant la coloration de l'acide nucléique (vert), les photopigments de cyanobactéries filamenteuses comme une superposition de phycobilines (rouge) et de chlorophylle A (bleu) résultant en violet, la chlorophylle A des microalgues eucaryotes (bleu), et le signal de lectine des glycoconjugués (rouge). Les images CLSM sont composées de 14 images individuelles assemblées. En raison des limites de la technique CLSM, seule la moitié du photogranule a pu être capturée et, à des fins de représentation, l'image a été reflétée sur la ligne verticale blanche. B Macrophotographie d'un photogranule sous lumière blanche. L'image de gauche montre le photogranule entier et l'image de droite la section transversale du même photogranule. C Gros plan de la coupe CLSM du centre à la surface du photogranule. La section transversale peut être divisée en trois zones distinctes : (1) le centre, (2) les filaments alignés radialement et (3) la coque.

La communauté microbienne comprenait à la fois des organismes phototrophes, y compris des cyanobactéries filamenteuses mobiles et des algues eucaryotes, et des organismes non phototrophes (Fig. 2A). Les séquences du gène de l'ARNr 16S étaient dominées par des variants de séquençage d'amplicon (ASV) attribués à des organismes phototrophes du phylum des cyanobactéries (37 %) et des organismes non phototrophes de la classe des protéabactéries (28 %). Les deux ASV les plus abondants étaient les cyanobactéries Leptolyngbya boryana avec 15% d'abondance relative et Alkalinema pantanalense avec 13% d'abondance relative. Les nitrifiants Nitrosomonas sp., Nitrobacter sp. et Nitrospira sp. constituaient environ 2% de la communauté procaryote, tandis que les chimiohétérotrophes aérobies et les dénitrifiants Thauera sp. et Zoogloea sp. composé de 15% d'abondance relative. Les procaryotes anaérobies stricts de la famille des Anaerolineaceae et des Caldilineaceae représentaient ensemble 5% des ASV, ce qui suggère qu'une partie du photogranule était anoxique. Ceci est en effet confirmé par microdétection dans la section suivante. Les séquences du gène de l'ARNr 18S étaient dominées par les ASV attribués aux microalgues eucaryotes (58%), aux champignons (18%) et aux protistes (2%) (Fig. 2B). Les algues eucaryotes présentes étaient Chlorella sp. (39 %), Chlorococcum sp. (13 %), Botryoshaerella sp. (1 %) et Tetradesmus sp. (1%). Le champignon présent était Trichosporon sp. (18%).

L'abondance relative est donnée au niveau du Phylum. Tous les ASV avec des abondances inférieures à 1 % sont regroupés et affichés comme "< 1 % d'abondance" dans les deux diagrammes à barres. "NA" sont des ASV qui ne sont pas attribués au niveau du phylum. Un jeu de données 16S et un jeu de données B 18S.

Les photogranules absorbent efficacement la lumière sur tout le spectre de la lumière visible (Fig. 3). À moins de 600 µm de profondeur, 90 % de la lumière de surface était complètement absorbée. Il y a eu une augmentation de l'irradiance scalaire dans la plage de 700 à 800 nm, en particulier à 100 et 200 µm de profondeur par rapport à l'intensité lumineuse de référence à 0 µm de profondeur, suggérant une fluorescence par des photopigments ou une forte diffusion de la lumière associée à une faible absorbance par les pigments à ces largeurs de bande [36, 37].

L'illumination de surface était d'environ 250 µmol m-2 s-1.

Les photogranules avaient une capacité élevée de production d'oxygène par photosynthèse et de consommation d'oxygène (Fig. 4A – C). En présence d'acétate, la consommation d'oxygène a dépassé la production d'oxygène, entraînant une anoxie dans la majorité du photogranule, même à la lumière. En l'absence d'acétate, le photogranule était entièrement saturé d'oxygène (Fig. 4A) et avait une production maximale d'oxygène de 738 nmol-O2 photogranule-1 h-1, intégrant le taux de production d'oxygène avec la profondeur (Eq. 1). Bien que la concentration en oxygène soit plus faible en présence d'acétate, la photosynthèse n'a pas diminué, entraînant une fixation du carbone comparable à celle en l'absence d'acétate (Fig. 4E). Cela indique que l'oxygène est rapidement, presque instantanément cyclé dans le photogranule et que pendant les périodes d'exposition à l'acétate, la respiration est limitée en oxygène, malgré une production élevée d'oxygène par la photosynthèse. L'intérieur du photogranule est également probablement limité par la lumière, car la lumière est rapidement atténuée dans le photogranule (Fig. 3), et donc la majorité de la fixation du carbone induite par la lumière dans le photogranule se produit dans les bords extérieurs (Fig. 4D, E). Néanmoins, les taux de photosynthèse les plus élevés étaient d'environ 200 µm sous la surface du granule (Fig. 4C), ce qui correspond aux images au microscope montrant une densité plus élevée de bactéries photosynthétiques légèrement sous la surface du granule (Fig. S3 et S4). En considérant un photogranule d'un diamètre de 4 mm, un taux maximal de fixation du carbone de 383 nmol-C photogranule-1 h-1 a été calculé (Eq. 1).

A Les profils d'oxygène ont été mesurés dans le même photogranule dans trois conditions différentes : eau du robinet non traitée (cercles bleus), milieu de croissance sans acétate mais avec ammonium (carrés jaunes) et milieu de croissance avec acétate et avec ammonium (triangles roses). B La production totale d'oxygène à chaque profondeur du photogranule, calculée à partir des profils de la figure A, en supposant un agrégat sphérique de 4 mm de diamètre. C Production instantanée d'oxygène, déterminée par la variation de la concentration en oxygène après un passage à l'obscurité de 5 à 8 s, à six profondeurs différentes, dans un milieu contenant de l'ammonium mais pas d'acétate. Les barres représentent la production moyenne d'oxygène de 3 à 4 mesures, et les cercles vides représentent chaque mesure individuelle. DA image microradiographique représentative de la distribution du 14C issu de la fixation du carbone dans un photogranule (incubé avec de l'acétate). La barre d'échelle blanche est de 1 mm. E Fixation du carbone dans des photogranules incubés à la lumière dans de l'eau du robinet non traitée (TW), de l'eau du robinet amendée avec 3 mM d'acétate (TW + Ac.), avec 8 mM NH4+ (TW + N), avec 3 mM PO43−, et avec 8 mM NH4+ et 3 mM PO43−. La fixation du carbone a été mesurée en incubant des photogranules avec du 14C–CO2 puis en déterminant la fixation du 14C avec une microradiographie. La fixation du carbone a été séparée par région, en utilisant l'activité pour marquer les limites au sein de l'agrégat : l'intérieur du photogranule (bleu), l'ensemble du photogranule (violet) et le bord extérieur du photogranule (jaune). Les points noirs représentent les mesures des photogranules individuels. Ces incubations exposées à la lumière ont été réalisées simultanément à des incubations dans l'obscurité, qui sont affichées en (A). Les résultats des incubations avec du bicarbonate 3 mM et 10 mM ont été combinés, puisqu'il n'y avait pas de différence substantielle entre les groupes.

La fixation du carbone dans le photogranule était insensible aux changements à court terme de la concentration en nutriments (Fig. 4D). La fixation du carbone était similaire dans tous les photogranules incubés dans l'eau du robinet non traitée, dans l'eau du robinet avec 3 mM d'acétate, dans l'eau du robinet avec 8 mM d'ammonium, dans l'eau du robinet avec 3 mM de phosphate, ainsi que dans l'eau du robinet avec 8 mM d'ammonium et 3 mM de phosphate. Cela indique que le taux de fixation du carbone, entraîné par la photosynthèse, est constant sur toute la phase lumineuse du cycle discontinu du réacteur. Cependant, le taux de respiration aérobie et d'autres processus consommateurs d'oxygène, tels que la nitrification, varie considérablement en raison de l'apport variable de carbone.

La nitrification autotrophe s'est produite en grande partie dans les bords extérieurs (0–500 µm) du photogranule dans des incubations sombres avec du carbonate marqué au 14C, avec ou sans ammonium et l'inhibiteur de nitrification ATU (Fig. 5B). La fixation du carbone était la plus élevée dans les incubations contenant de l'ammonium (0,9 nmol mm-3) bien qu'il y ait encore une fixation détectable du carbone dans les incubations sans ammonium et avec ATU. Le niveau légèrement plus élevé de fixation du carbone (0,4 nmol mm-3) dans les photogranules incubés dans de l'eau du robinet non traitée par rapport aux photogranules incubés avec ATU (0,3 nmol mm-3) suggère que les photogranules peuvent avoir stocké de l'ammonium résiduel ou utilisé les faibles concentrations d'ammonium (<0,03 mgNH4 L-1 ou <1,66 µmol L-1) disponibles dans l'eau du robinet (tableau S1). Le niveau plus élevé de fixation du carbone dans les photogranules incubés avec ATU par rapport aux photogranules morts (blanc, 0,06 nmol mm-3), indique qu'il existe une fixation importante du carbone anaplérotique dans le photogranule (0,2 nmol mm-3).

Une image microradiographique représentative de la distribution du 14C à partir de la fixation du carbone dans un photogranule incubé avec 8 mM de NH4+. B Fixation du carbone dans des photogranules incubés à l'obscurité dans de l'eau du robinet non traitée (TW), de l'eau du robinet amendée avec 8 mM NH4+ (TW + N), avec 8 mM NH4+ et l'inhibiteur de nitrification ATU (TW + ATU), et dans des photogranules tués avec du paraformaldéhyde avant l'ajout du traceur (Blanc). La fixation du carbone a été mesurée en incubant des photogranules avec du bicarbonate de 14C puis en déterminant la fixation du 14C par microradiographie. La fixation du carbone a été séparée par région, en utilisant l'activité pour marquer les limites au sein de l'agrégat : l'intérieur du photogranule (bleu), le photogranule entier (orange) et le bord extérieur du photogranule (jaune). C La moyenne de trois microprofils de concentrations de nitrate (cercles) et d'oxygène (triangles) dans le même photogranule incubé à la lumière d'abord sans NH4+ (orange) puis avec 100 µM de NH4+ (bleu) après avoir atteint l'état d'équilibre. D Production de nitrate à chaque profondeur calculée à partir des profils en (B), en nmol h−1, en supposant un photogranule sphérique de rayon 1800 µm. Les valeurs positives indiquent les zones de production, tandis que les valeurs négatives indiquent les zones de consommation. E Production instantanée d'oxygène, déterminée par la variation de la concentration en oxygène après un passage à l'obscurité de 5 à 8 s, à six profondeurs différentes, dans de l'eau du robinet contenant de l'ammonium. Les barres représentent la production moyenne d'oxygène de 3 à 4 mesures, et les triangles ouverts représentent chaque mesure individuelle.

Les profils des concentrations de nitrates dans la lumière et l'obscurité confirment partiellement la distribution de la nitrification prédite par la distribution de la fixation du carbone dans l'obscurité (Fig. 5B, C). Alors que la concentration absolue de pics de nitrate au centre du photogranule (Fig. 5B), le taux volumétrique de production de nitrate, calculé à partir des mêmes profils, avait deux pics au bord extérieur et une production relativement stable au centre. Ces pics correspondaient à une baisse de la concentration en oxygène et à un pic de la consommation d'oxygène, également observés dans plusieurs autres photogranules (Fig. 5C – E). La consommation de nitrate a culminé entre les pics de nitrification, plutôt qu'au centre du photogranule. Notez que le flux diffusif à travers une sphère dépend du rayon de la sphère (Eq. 1) qui change avec la profondeur. Ainsi, un gradient linéaire n'indique pas que le système est contrôlé par diffusion, comme il le ferait dans un biofilm plat. Pour faciliter l'interprétation des profils, les gradients de référence contrôlés par le flux diffusif à travers une sphère et un plan sont tracés ensemble (Fig. S5). En additionnant les taux de production de nitrate à chaque profondeur, un taux de production global de nitrate de 93,7 nmol photogranule-1 h-1 (avec NH4+) et 25,1 nmol photogranule-1 h-1 (sans NH4+) a été observé, ce qui correspondait bien aux incubations 15N-NH4+.

Le cycle de l'azote dans les photogranules était limité en oxygène ou en carbone, selon les conditions d'incubation (Fig. 6A, B). En présence d'acétate, il n'y a pas eu de nitrification lorsque les photogranules ont été incubés avec de l'ammonium 15N dans l'obscurité (Fig. 6A), en raison d'une absence d'oxygène. Une certaine nitrification en présence d'acétate s'est produite à la lumière, comme indiqué par la production de 15N-N2 (barre noire, Fig. 6A), bien que le nitrate net ait été consommé à partir de la concentration de fond de 10 µM (barre blanche, Fig. 6A). En l'absence d'acétate, la nitrification était beaucoup plus élevée, en particulier lorsqu'elle était incubée à la lumière (max. 150 nmol-N photogranule-1 h-1) (Fig. 6B). La dénitrification était également plus élevée en l'absence d'acétate, bien que les photogranules soient toujours oxiques en l'absence d'acétate, et il devrait y avoir peu de carbone organique libre (Fig. 6A). Cela indique qu'il y a un recyclage important du carbone dans les photogranules et que la dénitrification est tolérante à l'oxygène. Néanmoins, la dénitrification était clairement limitée en carbone ou déprimée par l'oxygène en l'absence d'acétate, comme l'indique le taux de dénitrification beaucoup plus élevé dans les photogranules incubés avec du nitrate 15N dans l'obscurité, avec de l'acétate (max. 480 nmol-N photogranule-1 h-1) (Fig. 6B).

A Nitrification (barres blanches) et dénitrification (barres noires) dans des photogranules incubés avec 1 mM d'ammonium marqué au 15N, à l'obscurité ou à la lumière, avec ou sans ajout d'acétate 3 mM. Les taux sont un ajustement linéaire de la production de nitrate et de nitrite ou de 15N–N2 dans 4 flacons séparés arrêtés à des points différents. La nitrification représente le taux de production de nitrate et de nitrite extracellulaire plus la production de 15N–N2. La dénitrification désigne la production de 15N-N2. Les barres d'erreur indiquent l'erreur type de la pente. B Le taux de dénitrification des photogranules incubés avec du 15N–NO3− avec de l'acétate dans l'obscurité. La barre d'erreur représente l'erreur type de la pente.

Le schéma de stratification des photogranules ressemblait étroitement à celui des tapis microbiens photosynthétiques (Fig. 1). Les cyanobactéries filamenteuses mobiles (par exemple, Alkalinema pantanalense, Leptolyngbya boryana, Cephalothrix komarekiana et Limnothrix sp.) et les substances polymères extracellulaires (EPS) excrétées ont généré un réseau complexe de filaments qui ont fourni une rigidité structurelle, similaire à celle observée dans les tapis cyanobactériens [42, 43]. La prolifération des communautés microbiennes au sein des biofilms dépend de la matrice EPS [44]. La coloration de la lectine a révélé qu'une grande partie des glycoconjugués dans la matrice EPS était attribuée au d-glucose et au d-mannose. Les constituants du glucose ont probablement été produits par des cyanobactéries filamenteuses, car il s'agit du monosaccharide dominant dans la fraction glycoconjuguée de leur matrice EPS [23, 45, 46]. Il a été démontré que les polysaccharides contenant du glucose (en particulier les α (1–4) glucanes) et du mannose jouent un rôle clé dans la cohésion du biofilm dans les granules aérobies et les tapis microbiens phototrophes [47, 48]. Les glycoconjugués BAN spécifiques à la lectine rapportés ne montrent qu'une partie des glycoconjugués totaux présents. Néanmoins, nous prévoyons qu'il existe d'autres types de glycoconjugués et de composés matriciels tels que les protéines extracellulaires et l'ADNe [49].

L'importance des cyanobactéries filamenteuses dans la formation de photogranules a été mise en évidence précédemment [12, 19, 50]. Il a été proposé qu'initialement, les cyanobactéries filamenteuses et mobiles forment un noyau de filaments (un faisceau) qui peut abriter d'autres organismes. Au fur et à mesure de sa croissance, cette structure devient de plus en plus stratifiée physiquement et biologiquement et aboutit finalement à un photogranule, avec une grande diversité de microenvironnements et de processus microbiens associés. Dans les systèmes naturels, ainsi que dans les photogranules, la stratification physique et biologique se produit en fonction de la disponibilité et des gradients de lumière et de nutriments [8]. Ainsi, alors que les photogranules jeunes et petits (<0,5 mm) n'ont pas de structure définie, les photogranules cultivés à des tailles de plusieurs millimètres montrent une nette stratification. D'autres ont également observé une stratification microbienne dans de grands photogranules (> 2,5 mm), les cyanobactéries formant une couche près de la surface [19]. Dans notre étude, nous avons constaté qu'indépendamment de la taille du photogranule, les cyanobactéries filamenteuses étaient présentes dans tout le photogranule. Cependant, ils ont montré des arrangements différents des filaments de la surface au centre. Alors que les filaments de cyanobactéries étaient densément emballés et mélangés à la surface et au centre, dans la zone intermédiaire, ils s'alignaient radialement. Une explication de ce phénomène est la compétition pour l'espace dans le photogranule, car la disposition radiale des filaments faciliterait le mouvement entre les régions les plus exposées à la lumière (phototaxie) et les niveaux plus élevés d'autres substrats (chimiotaxie) [43]. Cela serait particulièrement utile pour "percer" à travers la coquille épaisse des organismes non phototrophes dans les 500 premiers µm du photogranule, la région avec la plus grande disponibilité de lumière. Un tel mouvement radial a déjà été observé dans des biogranules issus de sous-cultures de tapis microbiens composés de diatomées de cyanobactéries (Cephalotrix sp. anciennement connu sous le nom de Phormidium sp.) et de bactéries hétérotrophes originaires de la mer du Nord [3]. Il a été démontré que leur mouvement était déclenché par la lumière et les substrats.

Les photogranules présentaient également une stratification fonctionnelle similaire aux biofilms phototrophes dans la nature. La surface des photogranules a été exposée aux niveaux de lumière et de substrat les plus élevés et a soutenu les activités photosynthétiques et nitrifiantes les plus élevées. En présence d'acétate, le photogranule abritait des zones anoxiques qui permettaient à des processus anaérobies tels que la dénitrification de se produire. La majeure partie de l'activité microbienne était concentrée dans les 500 µm extérieurs du photogranule. Dans cette région, les phototrophes (cyanobactéries et algues eucaryotes) ont atténué environ 90 % de toute la lumière entrante et ont montré l'activité photosynthétique la plus élevée à environ 400–500 µm (max. 100 nmol/h).

En plus de la forte concentration de cyanobactéries dans la partie externe du photogranule, il y avait aussi une grande population d'organismes non phototrophes, y compris des nitrifiants (Nitrosomonas sp., Nitrobacter sp. et Nitrospira sp.) et des bactéries chimiohétérotrophes/dénitrifiants (Thauera sp. et Zoogloea sp.). Cette densité microbienne élevée a soutenu une production/consommation élevée d'oxygène et une production de nitrate, ainsi qu'une fixation du carbone (Figs. 4 et 5). Cependant, les incubations au 14C peuvent sous-estimer l'activité de nitrification car elles ont été réalisées dans l'obscurité (à la lumière, la fixation du carbone par photosynthèse serait d'un ordre de grandeur supérieur à celle par nitrification, Figs. 4E, 5B) et la nitrification était beaucoup plus élevée à la lumière (Fig. 6). Les profils de nitrate dans les granules ont indiqué une nitrification au centre du granule, bien que les taux les plus élevés aient été confinés au bord extérieur (pic ~ 200 µm) du granule (Fig. 5D), qui est légèrement plus proche de la surface que dans les cryoconites de taille similaire (pic ~ 400 µm) [5]. De même, les profils d'oxygène en l'absence d'acétate mais en présence d'ammonium indiquent également une certaine nitrification (c'est-à-dire une consommation d'oxygène) au centre des granulés, bien que là encore les taux les plus élevés se situent dans la partie externe du granulé (Figs. 4B et 5D). Néanmoins, l'accumulation de nitrate observée dans le profil (Fig. 5C) n'a pas été causée par l'augmentation des taux de nitrification à plus faible profondeur, mais principalement par la réduction du taux de consommation de nitrate vers le centre. Le pic de nitrification juste sous la surface s'aligne également sur un modèle de photogranulés cultivés sans DOC, mais avec le même niveau d'ammonium que dans cette étude. Étant donné que le COD est rapidement consommé dans le liquide en vrac, parmi les scénarios modélisés, ce scénario correspond le mieux à nos données [21].

Bien que le centre du photogranule semble être relativement inactif, il peut remplir des fonctions importantes. Ceux-ci pourraient inclure le stockage du substrat (par exemple, sous forme de lipides, d'amidon ou d'EPS), les processus de fermentation ou la décomposition des constituants organiques morts, qui contribuent tous au cycle interne des nutriments dans le photogranule. Le centre a une concentration en oxygène plus faible et peut abriter des microbes moins tolérants à l'oxygène. Les procaryotes anaérobies tels que les Anaerolineaceae et les Caldilineaceae et les champignons Trichosporon sp. trouvé dans le photogranule peut fermenter les glucides et minéraliser le phosphore organique et l'azote, compris dans l'EPS ou la biomasse nécrotique, en H2, alcools (par exemple, butanol, éthanol), cétones (par exemple, acétone), PO43- et NH4-, qui à leur tour peuvent être réutilisés dans le photogranule [51,52,53]. Les cyanobactéries sont également adaptées aux conditions anoxiques et peuvent fermenter des sucres à six carbones (par exemple, le glucose) en, par exemple, du lactate ou de l'éthanol [54]. Un tel cycle interne des nutriments augmente probablement en importance à mesure que le photogranule devient gros et peut alimenter les processus métaboliques malgré la limitation du substrat externe.

L'activité photosynthétique du photogranule était insensible aux fluctuations à court terme des éléments nutritifs typiques du processus discontinu d'eaux usées, bien que d'autres activités microbiennes aient été considérablement affectées. La combinaison de nos résultats avec les données recueillies à partir du réacteur d'eaux usées nous a permis de créer une chronologie des limitations changeantes des nutriments et des processus métaboliques qui se sont produits au cours d'un cycle discontinu (Fig. S9). Au début d'un lot, des nutriments tels que l'ammonium (NH4+), le phosphate (PO43−) et l'acétate étaient disponibles à des concentrations élevées. Dans cette phase, les photogranules pourraient maintenir des activités photosynthétiques et hétérotrophes élevées, entraînant une consommation d'ammonium, de phosphate, d'acétate, de dioxyde de carbone et d'oxygène, ainsi qu'une production d'oxygène. Seule une nitrification limitée s'est produite au cours de cette phase, en raison des faibles concentrations d'oxygène générées par la respiration aérobie de l'acétate. La croissance rapide des micro-organismes au cours de cette phase a alimenté l'absorption d'ammonium et de phosphore. Au fur et à mesure que les concentrations d'acétate diminuaient et que les concentrations d'oxygène augmentaient, la nitrification puis la dénitrification commençaient. Dans la phase sombre, les phototrophes sont passés de la photosynthèse à la respiration sur des photosynthèses stockées en interne. La nitrification s'est poursuivie jusqu'à ce que tout l'ammonium soit converti en nitrate, même si les nitrifiants ne représentaient que 2% de la communauté totale. Étant donné que tout l'acétate était déjà consommé, la dénitrification était alimentée par du carbone stocké de manière intracellulaire (par exemple, sous forme de polyhydroxyalcanoates) [55] ou du carbone recyclé en interne par décomposition de la matière organique [56] mais n'a pas été en mesure d'éliminer complètement tout le nitrate, en raison de la limitation du carbone.

Les incubations 15N ont montré que la dénitrification peut également se produire dans des conditions oxiques. Ainsi, la dénitrification a probablement été réalisée en partie par le dénitrificateur aérobie Thauera sp. [57]. En outre, les incubations ont montré que même en l'absence d'acétate, le carbone organique cyclé en interne (par exemple, le carbone organique des phototrophes ou le carbone stocké en interne et recyclé) peut supporter la dénitrification (Fig. 6A). Comparé au taux de dénitrification maximal avec l'ajout d'acétate dans l'obscurité, le taux de dénitrification maintenu sur le carbone à cycle interne était environ 25 fois inférieur (Fig. 6B). Néanmoins, ces taux étaient suffisants pour continuer à éliminer l'azote du bioréacteur pendant la période d'obscurité.

La connaissance fondamentale de la structure et du fonctionnement des photogranules permettra aux ingénieurs de reproduire ce nouvel écosystème pour le traitement des eaux usées. Dans notre étude, nous avons étudié une communauté phototrophe, nitrifiante et dénitrifiante active qui présentait des taux élevés d'élimination/conversion d'azote et de carbone et montrait des processus liés en interne (échange d'oxygène, d'azote et de dioxyde de carbone).

L'introduction d'une communauté phototrophe dans le procédé de traitement des eaux usées permettra à terme de fermer les cycles du CO2 et de l'oxygène du procédé conventionnel à boues activées. L'oxygène serait produit par la photosynthèse et le CO2 par la conversion hétérotrophe de la matière organique, rendant inutile un apport externe d'oxygène. La production et la consommation d'oxygène dans l'agrégat ont été calculées comme étant de 13,6 mmol L−1 d−1 et 13,1 mmol L−1 d−1, respectivement (équation S1–S4), ce qui donne une production nette d'oxygène. L'oxygène produit par la photosynthèse est rapidement utilisé par les processus de consommation, démontrant des processus étroitement couplés dans l'agrégat. Au début du cycle discontinu, lorsque l'acétate était encore présent, le photogranule était limité en oxygène, c'est-à-dire que la photosynthèse ne pouvait pas fournir à la respiration hétérotrophe et à la nitrification suffisamment d'oxygène pour atteindre des taux maximaux (Fig. 4A). Cela ressort également du taux de production horaire d'oxygène de 1,1 mmol L-1 h-1 et du taux de consommation d'oxygène de 1,4 mmol L-1 h-1 au cours des 4 premières heures du cycle (en tenant compte de l'élimination complète de l'acétate après 4 h de cycle et d'une activité de nitrification élevée). Une fois l'acétate entièrement consommé, la photosynthèse deviendrait probablement limitée en carbone sans apport externe de CO2. Pour optimiser la demande en oxygène par rapport à la production d'oxygène dans un système sans apport externe d'oxygène ou de CO2, l'apport de lumière et la charge spécifique d'acétate peuvent être modifiés. Cela sera particulièrement important lorsque les caractéristiques des eaux usées (N, P, DCO) ou les conditions d'éclairage changent.

Comme indiqué précédemment, la majeure partie de l'activité se situait dans le bord (extérieur de 500 µm) du photogranule en raison de la pénétration de la lumière et de la limitation de la diffusion des nutriments. Les photogranules (2–4 mm) étudiés dans cette étude contenaient ainsi une zone relativement inactive considérable, ce qui réduisait le taux de conversion global d'un photogranule individuel. Des tailles plus petites optimiseraient le taux de conversion par photogranule individuel et pourraient par conséquent augmenter le taux de conversion maximal d'un système de traitement de photogranules. Dans des études antérieures, la taille idéale des granules était de 1,25 à 1,5 mm pour les granules aérobies [58, 59] et de 0,5 à 1,7 mm pour les photogranules [19]. Alors que la charge de lumière et de carbone du système influence la taille des photogranules, le temps de rétention solide (SRT) contrôle finalement la taille des photogranules car il fournit un plafond supérieur à l'âge d'un photogranule. Un SRT plus court entraînerait des granules plus petits et des taux de conversion spécifiques aux photogranules plus élevés, mais pourrait être préjudiciable à certains organismes à croissance lente (par exemple, les nitrifiants) et compromettre la sédimentation du photogranule si la taille des granules devient trop petite (<0,5 mm) [60]. Par conséquent, la taille des granulés doit être soigneusement évaluée en tenant compte de tous ces différents aspects.

Enfin, nos résultats indiquent la nécessité de modifier les conditions de fonctionnement du réacteur pour augmenter encore les taux de nitrification. La nitrification était fortement contrôlée par la disponibilité de l'oxygène, où les taux étaient 3 à 4 fois plus élevés à la lumière que dans l'obscurité (Fig. 6A). En présence d'acétate, on s'attend à ce que la nitrification soit complètement inhibée, car le photogranule entier était anoxique dans cette condition. Néanmoins, pendant le fonctionnement du réacteur, les photogranules ont toujours complètement éliminé l'ammonium du surnageant, à la fois lorsque le lot a commencé avec un cycle de lumière et lorsqu'il a commencé avec un cycle d'obscurité. Étant donné que la consommation d'acétate prend environ 4 h (Fig. S8), les conditions d'une nitrification optimale ne seraient disponibles que pendant environ 2 h dans un cycle commençant par une phase légère. En revanche, dans un cycle commençant par une phase sombre qui consomme tout l'acétate, la nitrification serait optimisée pendant 6 h complètes. Cela indique qu'il existe une importante capacité de nitrification inutilisée dans le cycle commençant par une phase sombre. Un échange partiel supplémentaire du liquide du réacteur pourrait être pris en charge à ce moment, pour augmenter l'activité du réacteur. Cela permettrait également la dénitrification d'une plus grande partie du nitrate converti, qui est par ailleurs limité en carbone, car la plupart des nitrates sont produits après l'élimination de l'acétate (Figs. 6B, S8). Une autre option consisterait à puiser une source de carbone externe (par exemple, du méthanol, de l'acétate ou de la mélasse) pour favoriser une dénitrification limitée en carbone, ce qui est une pratique courante dans les stations d'épuration conventionnelles [61].

Les photogranules contiennent des écosystèmes complets dans seulement quelques millimètres cubes. Un échafaudage de cyanobactéries filamenteuses mobiles et d'EPS supporte un large éventail de phototrophes et d'hétérotrophes capables de nitrification, de dénitrification, de photosynthèse, de respiration aérobie et d'absorption de phosphate. Cette communauté diversifiée recycle en interne au moins trois nutriments importants dans le traitement des eaux usées : l'oxygène, l'azote et le carbone. L'oxygène de la photosynthèse est immédiatement consommé par la respiration aérobie et la nitrification en présence d'acétate ou d'ammonium, respectivement. Les nitrificateurs convertissent l'ammonium en nitrate et nitrite, qui est ensuite rapidement dénitrifié. Le carbone organique fixé par photosynthèse est utilisé pour alimenter la dénitrification après épuisement de l'acétate. Les conditions à l'intérieur du photogranule varient considérablement au fil du temps, allant de concentrations complètement anoxiques à des concentrations d'oxygène trois fois supérieures à la saturation, avec une variation encore plus importante de la disponibilité des nitrates et du carbone organique. Néanmoins, les photogranules maintiennent des niveaux d'activité élevés et robustes, soutenus par un réseau dense de cellules interconnectées qui échangent des nutriments. Ce réseau dense et cet échange de nutriments permettent une dénitrification en l'absence de carbone organique externe, de petites quantités de nitrification sans apport d'ammonium externe et une nitrification dans des conditions presque anoxiques. Les photogranules offrent ainsi une opportunité d'utiliser l'énergie du soleil pour nettoyer les eaux usées et diminuer les besoins énergétiques du traitement conventionnel des eaux usées, en réduisant ou en éliminant le besoin d'aérer les réacteurs de traitement.

Les données brutes sur la séquence des gènes des ARNr 16S et 18S sont disponibles dans la base de données EBI sous le numéro de projet PRJEB54633. Les autres données qui appuient les conclusions de cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Les auteurs tiennent à remercier Ute Kuhlicke de UFZ Magdeburg pour son excellent soutien à la microscopie confocale à balayage laser, les techniciens du groupe de microcapteurs au MPI à Brême pour leur aide et la production de microcapteurs, et Elisa Merz pour son aide avec les mesures d'incubation 15N. Cette recherche a été soutenue par la Dutch Technology Foundation (STW) sous le numéro de subvention STW-15424.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Lukas M. Trebuch, Olivia M. Bourceau.

Département d'écologie aquatique, Institut néerlandais d'écologie (NIOO-KNAW), Droevendaalsesteeg 10, 6708 PB, Wageningen, Pays-Bas

Lukas M. Trebuch, Stijn MF Vaessen & Tania V. Fernandes

Génie des bioprocédés, AlgaePARC Wageningen University, PO Box 16, 6700 AA, Wageningen, Pays-Bas

Lukas M. Trebuch, Stijn MF Vaessen, Marcel Janssen & René H. Wijffels

Groupe de recherche sur les microcapteurs, Max-Plank-Institut de microbiologie marine, Celsiusstrasse 1, 28359, Brême, Allemagne

Olivia M. Bourceau et Dirk de la bière

Microbiologie des interfaces, Département Écologie des rivières, Centre Helmholtz pour la recherche environnementale - UFZ, Brueckstrasse 3A, 39114, Magdebourg, Allemagne

Thomas R.Neu

Département d'écologie terrestre, Institut néerlandais d'écologie (NIOO-KNAW), Droevendaalsesteeg 10, 6708 PB, Wageningen, Pays-Bas

Louise EM Vétérinaire

Faculté des biosciences et de l'aquaculture, Université du Nord, N-8049, Bodø, Norvège

René H. Wijffels

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Correspondance à Lukas M. Trebuch.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Trebuch , LM , Bourceau , OM , Vaessen , SMF et al. Analyse fonctionnelle haute résolution et structure communautaire des photogranules. ISME J 17, 870–879 (2023). https://doi.org/10.1038/s41396-023-01394-0

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Reçu : 30 juillet 2022

Révisé : 28 février 2023

Accepté : 03 mars 2023

Publié: 30 mars 2023

Date d'émission : juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41396-023-01394-0

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